烟草Orange蛋白突变体的转录组和代谢组分析
分析烟草Orange蛋白突变体的转录组和代谢组，为培育高类胡萝卜素含量的烟草提供理论依据。
通过CRISPR/Cas9基因编辑技术，获得带有3个碱基缺失的NtOR基因突变株系208。采用转录组测序、液相色谱—质谱联用的非靶向方法、气相色谱—质谱联用的衍生化方法和顶空进样技术，对突变株系的差异基因和差异代谢物进行分析。
突变株系208叶片中的β-胡萝卜素和紫黄质含量显著下降。转录组分析显示：突变株系208中有10 369个差异表达基因，其中4 178个基因上调，6 191个基因下调。代谢组分析显示：突变株系208与对照相比有160个差异代谢物。
突变株系208中的类胡萝卜素含量下降，色素代谢途径中玉米黄素环氧化酶基因下调，有机酸和二萜类代谢物含量显著升高。
Transcriptomic and Metabolomic Analyses of Orange Mutant in Tobacco
To analyze the transcriptome and metabolome of a tobacco Orange protein mutant, providing a theoretical foundation for cultivating tobacco with high carotenoid content.
CRISPR/Cas9 technology was used to obtain a tobacco NtOR gene mutant (line 208) with a three-base deletion. The differential genes and metabolites of the mutant lines were analyzed by transcriptome sequencing, non-targeted liquid chromatography-mass spectrometry (LC-MS), and gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS) derivatization and headspace injection techniques.
The contents of β-carotene and violaxanthin were significantly decreased in mutant line 208. Transcriptome analysis showed there were 10 369 differentially expressed genes in mutant line 208, with 4 178 up-regulated and 6 191 down-regulated genes. Metabolome analysis showed that mutant line 208 had 160 different metabolites compared with the control.
In mutant line 208, the content of carotenoid decreases, and the zeaxanthin cyclooxygenase genes in pigment metabolism pathway are down-regulated, and the contents of organic acids and diterpenoids are significantly increased.
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Keywords:
- tobacco /
- carotenoids /
- Orange protein /
- β-carotene /
- violaxanthin
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葡萄(Vitis vinifera L.)是世界上广泛种植的水果之一[1]，中国的葡萄种植面积自2014年起跃居世界第二[2]，夏黑(V. vinifera L. × V. labrusca L.)和红提(V. vinifera L.)均为中国尤其是云南鲜食葡萄主栽品种[3]。夏黑属欧美杂交种，早熟无核，香味浓郁；红提属欧亚种，晚熟耐贮运。在葡萄种植过程中，为解决自然坐果差、果粒不均匀和着色不一致等问题[4]，常使用植物生长调节剂对其营养和生殖器官进行干预和调控；但植物生长调节剂并非植物内源激素，果农为追求效益盲目或过量使用造成的果实品质降低和残毒问题不容忽视，且植物生长调节剂在生态环境中的生物学效应尚不清楚[5]。因此，寻找生态友好的葡萄种植模式以减少化学药剂的使用，并提高葡萄品质势在必行。
间作是中国传统耕作技术，是指在同一地块上同一生长期内，分行或间隔种植2种或2种以上作物的集约利用空间种植方式。合理的间作是实现农产品绿色或有机化生产的有效措施之一，能产生改善田间小环境，综合利用水、肥、光、气等资源，改善土壤微生态环境，增加土壤微生物多样性，改变土壤理化性质，提高养分含量，促进作物生长，抑制杂草滋生和病虫害蔓延等生态效应[6]，已被广泛应用于实际生产中。间作的类型丰富多样，主要有粮—粮、粮—菜和粮—草等间作方式，如小麦 ‖ 玉米、油菜 ‖ 玉米 ‖ 马铃薯和小麦 ‖ 毛苕子等模式[7]。
芳香植物是指具有香气或可供提取芳香精油的栽培植物和野生植物的总称，是一种兼具药用植物和香料植物共有属性的特殊植物类群，可分为木本芳香植物和草本芳香植物两大类，也作为伴生植物被引入果园、茶园及经济作物栽培田进行间作[8]。如吴英红等[9]将香矢车菊和香薄荷等芳香植物间作于梨园，有效地调节了土壤微生物数量及土壤中有效态养分含量；SUJATHA等[10]在槟榔园中间作罗勒、印蒿和广藿香等药用和芳香植物后，槟榔产量得到了提高；茶园间作芳香植物(如黄菊)能促进茶树生长，实现茶叶高产优质[11-12]。但将芳香植物间作于葡萄园的研究鲜有报道，目前多为葡萄与粮食、瓜菜和绿肥等作物间作的研究，如将葡萄与西瓜[13]、大蒜[14]和茄子[15]等间作，可提高土地单位面积效益；在酿酒葡萄行间间作紫花苜蓿等生草能影响葡萄氨基酸、花色素苷和蛋白质等含量，从而提高葡萄酒品质[16]。唇形科薰衣草属植物狭叶薰衣草(Lavandula angustifolia Mill)、十字花科紫罗兰属植物紫罗兰[Matthiola incana (L.) R. Br.]和菊科蒿属植物青蒿(Artemisia annua L.)都是草本芳香植物，有浓郁挥发性气味，且具有较高的观赏价值和经济价值[17]，其耐旱、喜冷凉的生长习性和60~80 cm的株高都适宜作为葡萄园中的间作植物。这3种芳香植物对葡萄生长影响如何，是否存在差异？将其中效果最好的植物与葡萄田间间作，是否对葡萄生长和葡萄果实品质有积极的作用？这些问题尚不明确。因此，本研究先采用温室盆栽试验，从薰衣草、紫罗兰和青蒿中筛选出对葡萄促生效果最好的植物；再以夏黑和红提葡萄苗为试验材料，通过盆栽试验探究其对不同品种葡萄苗的促生效果，并于田间设置避雨栽培试验，验证其分别与夏黑和红提间作对葡萄生长和果实品质的影响，以期为葡萄园间作作物的选择提供理论基础，为葡萄绿色环保多样性种植模式的应用和推广提供参考依据。
1. 材料与方法
1.1 试验材料
供试葡萄品种为夏黑和红提，葡萄苗购于山东沂蒙苗木有限公司。筛选试验选取1年生红提葡萄苗，验证试验选取2年生夏黑和红提葡萄苗，田间试验选取云南省昆明市寻甸彝族回族自治区云南农业大学现代科研实践基地葡萄园9年生夏黑和红提。狭叶薰衣草、紫罗兰(品种Stock Yume no Uta)和青蒿种子购自云南霖成花卉有限公司，在云南农业大学教育部农业生物多样性与病害控制重点实验室温室育苗栽培。
1.2 试验方法
1.2.1 芳香植物筛选
以1年生红提葡萄苗为对象，从紫罗兰、薰衣草和青蒿中筛选出有促生效果的植物。将独立栽种于花盆中的红提与这3种植物两两配对放入封闭式透光罩(长×宽×高=0.60 m×0.70 m×1.25 m，四周为透明薄膜，顶部为透气纱网)中共同栽培，以红提单独栽培为对照，定期浇水施肥。每个处理10株葡萄。每株葡萄随机选取2个新梢上的第2节(新梢从下往上数)和5片叶用吊牌做好标记，每隔2周用直尺测定固定节的节间长度和叶中脉长度，用游标卡尺测定固定节的直径，并计算各生长指标的增长率。增长率=(生长指标2周后−生长指标2周前)/生长指标2周前×100%。
1.2.2 盆栽验证试验
以2年生夏黑葡萄苗和上年筛选试验中所用红提葡萄苗为对象，探究筛选出的芳香植物(紫罗兰)对不同品种葡萄苗生长影响的差异。将在温室育苗至6~8片叶的紫罗兰苗移栽到花盆中，每盆2株苗；选取长势相近的夏黑和红提葡萄苗分别栽种于花盆中。紫罗兰分别与2种葡萄苗配对放入封闭式透光罩(长×宽×高=0.60 m×0.70 m×1.25 m，四周为透明薄膜，顶部为透气纱网)中共同栽培，每株葡萄苗周围放置4盆紫罗兰，以葡萄苗单独栽培为对照，定期浇水施肥。每个处理10株葡萄。按1.2.1节的方法测定各生长指标并计算增长率。
1.2.3 田间试验设置
连续2年在寻甸基地葡萄园(N25°56′，E103°25′，海拔1 885 m)设置避雨栽培试验，验证紫罗兰对9年生夏黑和红提的生长和果实品质的影响。葡萄种植棚规格为：拱形棚面顶高×侧高×宽×长=3.00 m×1.50 m×4.50 m×12.00 m，采用篱架式栽培，每棚种植2行(每行约12~13株，行株距2.20 m×1.00 m)。将紫罗兰种子在温室育苗至6~8片叶，移栽到葡萄园中分别与夏黑和红提葡萄间作并避雨栽培。因红提是晚熟品种，故与红提间作的紫罗兰苗比与夏黑间作的紫罗兰苗晚1个月育苗和移栽，以便让挥发物浓郁的紫罗兰花期和葡萄果实膨大期重叠，发挥紫罗兰的最佳效果。2行夏黑或红提葡萄中间作7行紫罗兰(行株距0.20 m×0.20 m)，葡萄与紫罗兰之间的距离0.50 m。以夏黑或红提葡萄单作为对照，为避免紫罗兰挥发物的干扰，单作和间作之间间隔2个单作葡萄棚。每个处理设置3个重复，每个处理采用相同的农事管理。
1.2.4 田间调查指标和方法
5月底夏黑和红提均完全出穗后开始调查，每2周调查1次，直至葡萄采收为止。
(1)生长指标：每个重复中随机选择10株葡萄，每株选择长势相当的2个新梢，在新梢第5节(新梢从下往上数)用吊牌标记，每隔2周用直尺和游标卡尺测定该节的节间长度和直径；每株葡萄选择相同挂果高度的2穗果实，用吊牌标记，每隔2周用卷尺测定果穗横、纵径；最后1次调查时，每株葡萄上、中、下各选择5片叶，用便携式SPAD仪(型号：SPAD-502 plus，日本柯尼卡美能达)测定叶片SPAD值。
(2)果实品质：最后1次调查时，每个重复选取5穗果实，从果穗的上、中、下部共采摘20 颗果实，测定果实百粒质量、可溶性固形物含量(手持糖度计，型号：MASTER-500，日本爱拓)和pH值(pH计，型号：AS800型，日本AS ONE)；将果实汁液稀释配成待测溶液，采用福林—肖卡(Folin-Ciocalteu)法和福林—丹尼斯(Folin-Denis)法分别测定待测液总酚和单宁含量[18]；采用亚硝酸钠—硝酸铝比色法测定待测液总类黄酮含量[19]。按下列公式对鲜样中总酚、单宁和总类黄酮含量进行计算：
$ \omega=\frac{\rho \times {\textit{V}}_{总} \times {{n}}}{{\textit{V}}_{0} \times m \times 1\;000} 。$
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1.3 数据统计与分析
用Excel 2010对数据进行处理和作图；采用SPSS 18.0软件进行差异性分析，用Two-tailed-t-tests分析单作和间作之间各指标是否存在显著性差异；采用邓肯氏新复极差法进行多重比较。
2. 结果与分析
2.1 3种芳香植物对红提葡萄的促生效果
由图1可知：盆栽试验中，供试紫罗兰、薰衣草和青蒿对1年生红提葡萄均有促生作用，红提叶中脉长度、节直径和节间长度增长率均高于对照。其中，与紫罗兰共栽培的红提叶中脉长度增长率为1.39%，节直径增长率为2.87%，均显著高于其他3个处理(P<0.05)；与紫罗兰和薰衣草共栽培的红提，其节间长度增长率分别为6.27%和5.52%，显著高于青蒿处理(4.32%)和对照(4.17%) (P<0.05)。可见，紫罗兰和薰衣草对红提葡萄苗的促生效果优于青蒿，其中紫罗兰促生效果最好，故选择紫罗兰作为间作植物。
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图 1 3种芳香植物对红提葡萄的促生效果注：不同小写字母表示差异显著(P<0.05)；下同。Figure 1. Growth promoting effect of three aromatic plants on Red globeNote: Different lowercase letters indicate significant difference (P<0.05); the same as below.2.2 紫罗兰对夏黑和红提葡萄苗生长的影响
由图2可知：盆栽试验中，将紫罗兰与2年生夏黑和红提葡萄苗共栽培后，紫罗兰对2种葡萄苗叶中脉长度、节间长度和节直径均有促进作用。其中，夏黑和红提叶中脉长度平均增长率分别为10.76%和10.47%，略高于对照(P>0.05)；节直径增长率分别为10.82%和12.34%，节间长度增长率分别为13.65%和13.35%，均显著高于对照(P<0.05)；夏黑和红提之间叶中脉长度、节间长度和节直径增长率均无显著差异(P>0.05)。可见，紫罗兰对夏黑和红提葡萄苗叶片和新梢生长均有促进作用，对新梢促生效果更显著。
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图 2 紫罗兰对夏黑和红提葡萄苗生长的影响Figure 2. Effects of hoary stock on the growth of Summer black and Red globe2.3 田间间作紫罗兰对夏黑和红提新梢和果穗生长的影响
由图3可知：间作第1年，夏黑和红提的新梢第5节节间长度增长率分别为16.27%和11.38%，显著高于单作的10.35%和7.49% (P<0.05)；夏黑的节直径增长率为3.84%，显著低于单作的11.42% (P<0.05)，红提的节直径增长率为6.78%，与单作的9.33%相比有所降低，但无显著差异(P>0.05)。间作第2年，夏黑和红提节间长度增长率分别为19.14%和17.28%，显著高于单作的12.02%和11.34% (P<0.05)，而节直径增长率略低于单作(P>0.05)。
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图 3 紫罗兰与夏黑、红提田间间作对葡萄新梢生长影响Figure 3. Effects on the growth of grape shoots in hoary stock intercropped with Summer black and Red globe in field由图4可知：间作第1年，夏黑和红提的果穗纵径增长率分别为15.24%和11.73%，高于单作的12.05%和7.73% (P>0.05)；而果穗横径增长率分别为12.46%和5.31%，均低于单作的14.00%和7.74% (P>0.05)。间作第2年，夏黑和红提的果穗纵径增长率分别为17.92%和19.74%，高于单作的14.93% (P>0.05)和13.79% (P<0.05)；而果穗横径增长率分别为13.24%和7.95%，均低于单作的16.95%和12.24% (P>0.05)。
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图 4 紫罗兰与夏黑、红提田间间作对果穗生长影响Figure 4. Effects on the growth of grape clusters in hoary stock intercropped with Summer black and Red globe in field可见，与紫罗兰间作后，夏黑和红提的节间长度和果穗纵径增长都得到促进，而节直径和果穗横径的增长受到抑制。
2.4 田间间作紫罗兰对夏黑和红提叶片和果实品质的影响
2.4.1 对叶片SPAD值的影响
由图5可知：间作第1年，夏黑和红提的叶片SPAD值分别为33.92和35.47，高于单作的30.93 (P>0.05)和31.26 (P<0.05)，比单作分别提高9.66%和13.46%；间作第2年，夏黑和红提的叶片SPAD值分别为33.81和35.93，均显著高于单作的29.75和29.01 (P<0.05)，比单作分别提高13.65%和23.87%。
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图 5 紫罗兰与夏黑、红提田间间作对叶片SPAD值影响Figure 5. Effects on the SPAD value of grape leaves in hoary stock intercropped with Summer black and Red globe in field2.4.2 对百粒质量的影响
由图6可知：间作第1年，夏黑和红提的果实百粒质量分别为296.43和1076.87 g，比单作的287.4和994.17 g分别提高3.14%和8.32%，但差异不显著(P>0.05)；间作第2年，夏黑和红提的果实百粒质量分别为289.10和1024.67 g，比单作的270.47和932.70 g略高(P>0.05)，分别提高6.89%和9.86%。
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图 6 紫罗兰与夏黑、红提田间间作对果实百粒质量的影响Figure 6. Effects on the hundred kernel weight of grape fruits in hoary stock intercropped with Summer black and Red globe in field2.4.3 对pH值和可溶性固形物含量的影响
由图7可知：间作第1年，夏黑和红提的pH值分别为3.50和3.83，比单作的3.36和3.68分别提高4.37%和4.08% (P>0.05)；间作第2年，夏黑和红提的pH值分别为3.88和3.74，比单作的3.79和3.67分别提高2.29%和1.91% (P<0.05)。此外，间作后夏黑和红提果实可溶性固形物含量均显著增加。第1年，夏黑和红提的果实可溶性固形物含量分别为21.20%和27.50%，显著高于单作的18.00%和19.95% (P<0.05)，比单作分别提高17.75%和37.87%；第2年，间作夏黑和红提的果实可溶性固形物含量分别为21.70%和26.20%，均显著高于单作的18.70和21.90 (P<0.05)，比单作分别提高16.43%和19.63%。
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图 7 夏黑和红提与紫罗兰田间间作对果实pH值和可溶性固形物含量的影响Figure 7. Effects on the pH value and soluble solids contents of grape fruits in hoary stock intercropped with Summer black and Red globe in field2.4.4 对果实营养成分的影响
由图8可知：间作后夏黑和红提果实单宁含量均低于单作。第1年，间作夏黑和红提的单宁含量分别为0.68和0.59 mg/g，比单作的0.83和0.61 mg/g 分别降低 18.00% 和 3.83%； 第2年， 间作夏黑和红提的单宁含量分别为 0.66 和 0.59 mg/g，比单作的0.81和0.59 mg/g降低18.37%和0。
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图 8 夏黑和红提与紫罗兰田间间作对果实单宁、总酚和总类黄酮含量的影响Figure 8. Effects on the content of tannin, total phenol and total flavonoid of grape fruits in hoary stock intercropped with Summer black and Red globe in field图8显示：间作后果实总酚含量略有提高，但与单作差异不显著(P>0.05)。第1年，间作夏黑和红提总酚含量分别为0.40和0.43 mg/g，较单作的0.37和0.41 mg/g分别提高8.18%和4.92%；第2年，间作夏黑和红提总酚含量分别为0.41 和0.50 mg/g，较单作的0.38和0.48 mg/g分别提高8.27%和5.47%。
由图8还可知：间作后夏黑果实总类黄酮含量显著增加，红提总类黄酮含量略有降低。第1年， 间作夏黑总类黄酮含量为0.62 mg/g， 显著高于单作的0.45 mg/g (P<0.05)，比单作提高36.76%；间作红提总类黄酮含量为0.37 mg/g，略低于单作的0.39 mg/g (P>0.05)；第2年，间作后夏黑总类黄酮含量为0.61 mg/g，显著高于单作的0.41 mg/g (P<0.05)，较单作提高48.50%；红提总类黄酮含量为0.30 mg/g，略低于单作的0.31 mg/g (P>0.05)。
3. 讨论
芳香植物释放的挥发物对其他植物、微生物和昆虫会产生直接或间接的影响，维系着环境中生物多样性与生态平衡。为深入发掘芳香植物及间作在农业生产上的价值和生态意义，国内外学者对茶树和果树等经济作物与芳香植物间作后土壤微生物变化、土壤理化性质变化、病虫害防治效果、作物生长和品质变化等开展了大量的研究[9-12, 20-21]，结果显示：芳香植物对主栽作物生长的影响与芳香植物种类及作用部位有关。如薄荷与紫苏对间作番茄茎粗表现为促进作用，但罗勒对其为抑制作用；薄荷对番茄株高有促进作用，而紫苏和罗勒对其为抑制作用[22]。紫苏、罗勒和白三叶草对间作茶树的树高均有促进作用，但除白三叶草外，与紫苏和罗勒间作的茶树树幅(树直径)均略低于单作[20]。本研究也呈现类似情况，对同一品种葡萄苗而言，紫罗兰的促生效果优于薰衣草和青蒿。在盆栽试验中，紫罗兰对夏黑和红提葡萄苗的节间、节直径和叶中脉生长都有促进作用；在田间试验中，紫罗兰对2种葡萄的节间长度和果穗纵径有促进作用，但对节直径和果穗横径呈现抑制作用。总体而言，紫罗兰对2种葡萄节和果穗具有拉伸作用，这与赤霉酸功能相似，该效果有利于果穗整形和疏果，也有利于防治病虫害、通风透气和果实上色[4]。
大量研究显示：合理间作不仅能促进作物生长发育，引起植物形态变化，还能引起植物生理变化，改善作物品质[23]。如玉米 ‖ 花生后玉米叶片SPAD值增大[24]；茶园间作芳香植物、梨树和大豆后，茶叶氨基酸、儿茶素和可溶性糖含量均高于单作，而茶多酚和咖啡碱含量降低[20, 25-26]。本研究中，夏黑和红提与紫罗间作后叶片SPAD值增大，果实百粒质量也高于对照，说明间作紫罗兰可使葡萄叶片利用光能进行光合作用产生有机物的能力增强。间作夏黑和红提葡萄果实的pH值和可溶性固形物含量均高于单作，而单宁含量均低于单作。单宁是让果实呈现苦涩味的物质之一[27]，可溶性固形物含量和pH值是评价果实口感的重要指标之一[28]，酸度和单宁含量的降低、可溶性固形物含量增加表明间作紫罗兰后葡萄果实的口感得到了提升。间作夏黑与红提果实的总酚含量高于单作，夏黑总类黄酮含量显著高于单作，总酚和总类黄酮不仅是葡萄果实的重要组成成分，还与葡萄果实品质密切相关[28]，其中类黄酮具有很强的抗氧化功能，可提高植物的抗逆性，还具有抗菌消炎和抑制癌细胞等功效[29]。可见，间作紫罗兰不仅可以提高葡萄产量，还能增加葡萄果实风味和营养物质含量，提升葡萄果实品质。惠竹梅[30]和魏志峰等[31]研究发现：葡萄间作生草可使葡萄果实pH值以及还原糖、花色素苷和单宁含量升高，这可能与间作作物不同有关。
有关芳香植物与作物间作系统互作机理的研究大多关注光合生理、土壤微生态、土壤养分和根系分泌物化感作用等[9,32-33]，但实际上，间作系统中芳香植物地上部分挥发物的化感效应也是作用机制之一[21]。芳香植物通过茎、叶、花、果等各部位释放芳香性挥发物，主要包括萜烯类、醇类、酚类、酮类和酯类五大类物质[34]，这些挥发物携带着芳香植物的身份指纹信息，是介导芳香植物与主栽作物之间“相生相克”化感作用的重要媒介之一，因其挥发物种类不同，相应的性质和功能也有所不同[35]。植物能通过感受到附近植物释放的挥发物来调节生长和生物量分配模式，这种调节是正向还是负向与挥发物种类及其作用部位有关[36]。本研究中紫罗兰是一种具有浓郁挥发性气味的芳香花卉植物，对紫罗兰与葡萄互作机理的研究可着重关注地上部分挥发物的化感作用，因此未来可对紫罗兰挥发物的成分和单体化感作用开展进一步的研究。
4. 结论
与单作葡萄相比，葡萄与紫罗兰间作可有效促进葡萄枝条和果穗纵向生长，提高葡萄果实产量，并通过增加pH值以及可溶性固形物、总酚和总类黄酮等风味和营养物质含量提升葡萄果实品质。因此，葡萄园间作芳香植物是一种生态和经济效益俱佳、可加以推广应用的栽培模式。
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图 1 烟草与其他物种OR氨基酸序列的比对
注：红框标注为CxxCxGxG基序，红色箭头指示第25位亮氨酸。
Figure 1. Alignment of OR amino acid sequences from tobacco and other plant species
Note: The CxxCxGxG motif is highlighted in the red box, and the 25th leucine is indicated by the red arrow.
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图 2 突变株系208的NtOR基因靶点序列和缺失位点
注：a) 靶点序列及基因编辑后的缺失位点；b) 编辑后NtOR基因编码的氨基酸序列中缺失第25位亮氨酸(红色标记)。
Figure 2. Target sequence and deletion site of the NtOR gene in mutant line 208
Note: a) target sequence and deletion site after gene editing; b) the amino acid sequence of the edited NtOR gene, showing the deletion of the 25th leucine (indicated in red).
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图 3 突变株系208成熟期中部鲜叶的色素含量
注：“*”表示差异显著(P<0.05)。
Figure 3. Pigment content of the middle leaves of mutant line 208 at maturity
Note: “*” indicates significant differences (P<0.05).
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图 4 基于GC-MS检测突变烟株208与对照株系的差异代谢物热图
注：a) 基于GC-MS技术的衍生化方法；b) 基于GC-MS技术的顶空进样方法。
Figure 4. Heatmap of differential metabolites of mutant line 208 and control plant detected by GC-MS
Note: a) derivatization method based on GC-MS; b) headspace injection method based on GC-MS.
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图 5 突变株系208和对照烟株的基因表达差异
注：FC. 差异倍数。
Figure 5. Differences of gene expression between mutant line 208 and control tobacco plant
Note: FC. fold change.
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[1] PAUL D F, PETER M B. The biosynthesis and nutritional uses of carotenoids[J]. Progress in Lipid Research, 2004, 43(3): 228. DOI: 10.1016/j.plipres.2003.10.002.
[2] BARTLEY G E, SCOLNIK P A. Plant carotenoids, pigments for photo protection, visual attraction, and human health[J]. Plant Cell, 1995, 7(7): 1027. DOI: 10.1105/tpc.7.7.1027.
[3] STAHL W, SIES H. β-carotene and other carotenoids in protection from sunlight[J]. The American Journal of Clinical Nutrition, 2012, 96(5): 1179. DOI: 10.3945/ajcn.112.034819.
[4] CUTLER S R, RODRIGUEZ P L, FINKELSTEIN R R, et al. Abscisic acid: emergence of a core signaling network[J]. Annual Review of Plant Biology, 2010, 61: 651. DOI: 10.1146/annurev-arplant-042809-112122.
[5] POPOVA V, IVANOVA T, PROKOPOV T, et al. Carotenoid-related volatile compounds of tobacco (Nicotiana tabacum L.) essential oils[J]. Molecules, 2019, 24(19): 3446. DOI: 10.3390/molecules24193446.
[6] MALDONADO-ROBLEDO G, RODRÍGUEZ-BUSTAMANTE E, SANCHEZ-CONTRERAS A, et al. Production of tobacco aroma from lutein. Specific role of the microorganisms involved in the process[J]. Applied Biochemistry and Biotechnology, 2003, 62(5/6): 484. DOI: 10.1007/s00253-003-1315-6.
[7] 陶陶, 来苗, 姬小明, 等. 烤烟类胡萝卜素及其降解产物与香气特性的关系研究[J]. 西南农业学报, 2016, 29(2): 294. DOI: 10.16213/j.cnki.scjas.2016.02.015. [8] CRISP P, WALKEY D G A, BELLMAN E, et al. A mutation affecting curd color in cauliflower (Brassica oleracea L. var. Botrytis DC)[J]. Euphytica, 1975, 24: 173. DOI: 10.1007/BF00147182.
[9] LU S, VAN ECK J, ZHOU X J, et al. The cauliflower Or gene encodes a DnaJ cysteine-rich domain-containing protein that mediates high levels of β-carotene accumulation[J]. Plant Cell, 2006, 18(12): 3594. DOI: 10.1105/tpc.106.046417.
[10] CUNNINGHAM F X, GANTT E. Genes and enzymes of carotenoid biosynthesis in plants[J]. Annual Review of Plant Biology, 1998, 49: 557. DOI: 10.1146/annurev.arplant.49.1.557.
[11] MAASS D, ARANGO J, WUEST F, et al. Carotenoid crystal formation in Arabidopsis and carrot roots caused by increased phytoene synthase protein levels[J]. PLoS One, 2009, 4(7): e6373. DOI: 10.1371/journal.pone.0006373.
[12] ZHOU X J, WELSCH R, YANG Y, et al. Arabidopsis OR proteins are the major posttranscriptional regulators of phytoene synthase in controlling carotenoid biosynthesis[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2015, 112(11): 3558. DOI: 10.1073/pnas.1420831112.
[13] KIM S H, AHN Y O, AHN M J, et al. Cloning and characterization of an Orange gene that increases carotenoid accumulation and salt stress tolerance in transgenic sweet potato cultures[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2013, 70: 445. DOI: 10.1016/j.plaphy.2013.06.011.
[14] BAI C, RIVERA S M, MEDINA V, et al. An in vitro system for the rapid functional characterization of genes involved in carotenoid biosynthesis and accumulation[J]. The Plant Journal, 2014, 77(3): 464. DOI: 10.1111/tpj.12384.
[15] GAO J P, WANG G H, MA S Y, et al. CRISPR/Cas9-mediated targeted mutagenesis in Nicotiana tabacum[J]. Plant Molecular Biology, 2015, 87(1/2): 99. DOI: 10.1007/s11103-014-0263-0.
[16] XIE X D, QIN G Y, SI P, et al. Analysis of Nicotiana tabacum PIN genes identifies NtPIN4 as a key regulator of axillary bud growth[J]. Plant Physiology, 2017, 160: 222. DOI: 10.1111/ppl.12547.
[17] 姚恒, 白戈, 谢贺, 等. 利用CRISPR/Cas9技术创制烟草NtabMYC2基因的定点突变[J]. 分子植物育种, 2017, 15(6): 2328. DOI: 10.13271/j.mpb.015.002328. [18] DONG C, QU G, GUO J G, et al. Rational design of geranylgeranyl diphosphate synthase enhances carotenoid production and improves photosynthetic efficiency in Nicotiana tabacum[J]. Chinese Science Bulletin, 2022, 67(3): 315. DOI: 10.1016/j.scib.2021.07.003.
[19] YUAN H, OWSIANY K, SHEEJA T, et al. A single amino acid substitution in an ORANGE protein promotes carotenoid overaccumulation in Arabidopsis[J]. Plant Physiology, 2015, 169(1): 421. DOI: 10.1104/pp.15.00971.
[20] BERMAN J, ZORRILLA-LOPEZ U, MEDINA, et al. The Arabidopsis ORANGE (AtOR) gene promotes carotenoid accumulation in transgenic corn hybrids derived from parental lines with limited carotenoid pools[J]. Plant Cell Reports, 2017, 36(6): 933. DOI: 10.1007/s00299-017-2126-z.
[21] LOPEZ A B, VAN ECK J, CONLIN B J, et al. Effect of the cauliflower Or transgene on carotenoid accumulation and chromoplast formation in transgenic potato tubers[J]. Journal of Experimental Botany, 2008, 59(2): 213. DOI: 10.1093/jxb/erm299.
[22] TZURI G, ZHOU X J, CHAYUT N, et al. A ‘golden’ SNP in CmOr governs the fruit flesh color of melon (Cucumis melo)[J]. The Plant Journal, 2015, 82(2): 267. DOI: 10.1111/tpj.12814.
[23] BARNES M R, GRAY I C. Bioinformatics for geneticists[M]. Chichester: John Wiley & Sons, Ltd. , 2003.
[24] SHAN Y J, LI D, CAO J J, et al. Over-expression of Arabidopsis ORANGE gene enhances drought stress tolerance through ABA-dependent pathway in Arabidopsis thaliana[J]. Plant Growth Regulation, 2022, 96: 91. DOI: 10.1007/s10725-021-00760-2.
[25] WANG Z, KE Q B, KIM M D, et al. Transgenic alfalfa plants expressing the sweet potato Orange gene exhibit enhanced abiotic stress tolerance[J]. PLoS One, 2015, 10(5): e0126050. DOI: 10.1371/journal.pone.0126050.
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