玫瑰花青素对小鼠抗疲劳及抗氧化研究
Study on Anti-fatigue and Anti-oxidation Effects of Rose Anthocyanin in Mice
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Keywords:
- rose anthocyanins /
- anti-fatigue /
- anti-oxidation /
- mice
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‘中华寿桃’是从中国北方冬桃自然芽变中选育出的新品种,属北方桃品种群。近年来,贵州引进栽培,出现萌芽不整齐、容易落花落果和坐果率低等现象,其越冬休眠期间的生理代谢变化不清,本试验以‘中华寿桃’为试材,通过分析其越冬冷适应和休眠期间生理代谢的变化,旨在探索其越冬期间生理代谢变化与休眠的关系。
1. 材料与方法
1.1 试验材料
供试品种为‘中华寿桃’。试验用树均为成年结果树,砧木为毛桃,种植于贵州大学教学试验场。试验期间未进行修剪和任何化学处理。试验用果园在试验期间实施相同的管理措施。试验于2013年10月—2014年2月进行,每月15日和30日采集树冠外围生长发育良好、芽体饱满的1年生枝条60枝,每个枝条约10个芽。采集后迅速用润湿的布包裹好,防止枝条干燥脱水,立即带回实验室。其中12枝用于室内进行培养,立即把剩余枝条上发育良好的腋花芽取下来,液氮速冻后–80 ℃冰箱保存待用。
1.2 萌芽率统计
将采集的‘中华寿桃’12个枝条随机分成3组,每组4个枝条,重复3次。将枝条基部剪齐,放在盛有清水的瓶中,以淹没枝条基部2~3 cm,立即放入智能人工气候箱(型号:RXZ-436D,宁波江南仪器厂)中进行培养。培养条件为:光照12 h,光照强度320 μmol/(m2·s),温度为(25±1.0)℃/(18±1.0)℃,空气相对湿度为75%。每2 d换1次水,每次剪除基部少许(约2 mm),露出新茬。培养21 d时统计萌芽率。
1.3 指标测定
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1.4 休眠状态的确定
参照LIU等[25]和刘国琴[26]的方法,萌芽率为0时,芽完全处于内休眠阶段;萌芽率<50%时,芽处于内-生态休眠转换阶段;萌芽率≥50%时,即认定芽解除内休眠进入生态休眠阶段。参照YAMANE等[27]和刘国琴[26]的方法,第一芽在15 d内萌芽称为浅休眠,在15~30 d内萌芽称为中度休眠,超过30 d萌芽称为深休眠。
1.5 低温积累量的计算
低温积累量以小于7.2 ℃低温小时数(chilling hour,CH)[28]表示。
1.6 温湿度的记载
用温湿度记录仪(型号:L92-1,杭州路格科技有限公司生产)记录采样桃园的温湿度,每间隔1 h自动采集 1 次数据。
1.7 数据处理
采用Excel软件进行数据整理和作图,用DPS 7.05 软件进行LSD检验。
2. 结果与分析
2.1 越冬期间温湿度与桃花芽休眠状态的变化
由图1可知:10月30日平均温度为16.91℃,此后温度逐渐降低,到12月30日温度有小幅回升,1月30日温度上升到13.75℃。试验期间湿度在54.45%~99.31%之间变化,幅度较大(表1)。10月30日—1月15日之间,桃花芽萌芽率为0,1月30日桃花芽萌芽率为38.67%,开始解除内休眠;2月15日萌芽率达到95.02%,内休眠解除完全,处于生态休眠。结果还显示:桃花芽在10月30日—1月15日期间处于深休眠,1月30日—2月15日期间处于浅休眠(表1)。由表1可知:11月15日之前,低温积累量(即小于7.2℃的低温小时数)为0,之后开始有一定的低温积累,到11月30日为27 CH,11月30日—12月15日期间为110 CH,12月15日—12月30日期间为330 CH,可见,每两次采样之间的低温积累量差异较大。随着低温积累量的增加,到 1月30日低温积累量累计达到860 CH,此时萌芽率达到38.67%,说明前期经过一定的低温积累,到达一定时候,就能诱导内休眠解除,到2月15日低温积累量累计达1 086 CH,萌芽率达到95.02%,内休眠完全解除。
表 1 越冬期间桃花芽休眠状态、低温积累量和空气相对湿度的变化Table 1. Changes of dormancy status of flower buds, chilling accumulation, and relative air humidity during the winter日期 (mm-dd)
date第一芽萌芽天数
days of first bud break低温积累量/CH*
chilling accumulation空气相对湿度/%
relative air humidity10-30 - 0 86.61 11-15 - 0(0) 68.19 11-30 - 27(27) 73.97 12-15 - 110(137) 99.31 12-30 - 330(467) 54.45 01-15 - 275(742) 74.30 01-30 ++ 118(860) 78.82 02-15 ++ 226(1 086) 79.54 注:++.≤10 d内第一芽萌芽;+.>10~21 d内第一芽萌芽;-.≤21 d内没有萌芽。*.不带括号的数字表示两次日期间的低温积累量;括号内的数字表示从第1次开始一直累积到该时期的低温积累量。
Note: ++. first bud break was observed within 10 days; +. first bud break was observed from 10 days to 21 days; -. not observed within 21 days. *. the number without the bracket represented chilling accumulation between the two dates. The number in brackets indicated chilling accumulation from the first time to the period.2.2 越冬期间桃花芽细胞保护酶活性和Vc含量的变化
2.2.1 SOD和POD活性的变化
越冬期间,桃花芽SOD活性呈现逐渐上升的变化趋势,到1月30日,SOD活性上升到最高,为35.55 U/mg,2月15日SOD活性下降到25.17 U/mg。POD活性在整个越冬期间呈现“升—降—升—降—升”的变化规律,总共有3次高峰,最高峰出现在12月15日(图2)。可见,在内休眠期间桃花芽SOD活性呈现逐渐上升,随着内休眠解除,其活性降低。而POD活性在内休眠阶段出现先升高后降低的变化,内休眠解除过程中先降低后升高的变化。
2.2.2 CAT活性和Vc含量的变化
越冬期间桃CAT活性变化如图3 所示。10月30日时桃CAT活性为19.72 U/mg,随着温度的降低,CAT活性急剧上升,11月15日时达到149.98 U/mg,随着温度的继续降低,其活性呈逐渐降低的变化,到2月15日CAT活性又有所上升。
由图3还可知:桃花芽内Vc含量在30.56~47.16 μg/mg变化,11月15日达最大值为47.16 μg/mg,此后呈降低变化趋势,到12月15日降到最低值33.71 μg/mg,此后又呈增加的趋势,1月15日增加到46.97 μg/mg,形成1个次高峰,1月30日Vc含量降低到38.22 μg/mg,2月15日又有所上升。
可见,越冬期间随着温度和桃休眠进程的变化,内休眠维持和解除过程中,CAT活性逐渐降低,而抗氧化物质Vc出现几次较大的波动,内休眠开始时增加,随着内休眠进行逐渐降低,内休眠开始解除前迅速上升,内休眠解除过程中含量降低。
2.3 越冬期间桃花芽H2O2含量和超氧阴离子自由基产生速率的变化
如图4所示:越冬期间桃花芽内H2O2含量在290.31~448.00 mmol/mg变化,10月30日时为290.31 mmol/mg,11月15日增加到最大值448.00 mmol/mg,12月15日小幅降低出现低谷,此后呈上升的变化,12月30日后维持一个相对平稳的状态。
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2.4 越冬期间桃花芽可溶性蛋白和氨基酸含量的变化
越冬进程中,桃花芽可溶性蛋白含量在10月30日—11月15日间,可溶性蛋白含量下降,而在11月15日—12月15日之间其含量变化不大,12月30日时可溶性蛋白含量上升达2.74 mg/g,此后其含量呈持续降低的变化趋势(图5)。10月30日—11月30日间桃花芽总氨基酸含量呈现增加的趋势,此后到12月30日间其含量逐渐降低,此后含量一直呈上升的变化趋势。越冬桃花芽内休眠期间可溶性蛋白含量先降低后增加,而总氨基酸含量呈现先增加后降低的变化,内休眠解除过程中可溶性蛋白含量逐渐降低,总氨基酸含量呈逐渐上升的变化趋势。
2.5 越冬期间桃花芽细胞渗透调节物质含量的变化
可溶性糖和脯氨酸是细胞内两种重要的渗透调节物质。越冬期间桃花芽这两种细胞渗透调节物质含量的变化如图6所示。随着越冬的进行,温度的降低,可溶性糖含量在11月30日和1月15日有所降低外,整个过程中呈增加的变化趋势。脯氨酸含量在12月15日稍有降低外,总体呈现上升的趋势。
3. 讨论
植物越冬期间休眠过程和状态受诸多因素的影响,植物种类、品种、芽的性质不同,以及在不同生态条件下,越冬期间其休眠特性、感受低温及低温积累量也不同[26-29]。植物越冬冷适应过程与其休眠诱导、维持、解除存在一定的对应关系[3]。本研究表明:越冬期间随着温度降低,冷适应过程中桃花芽休眠进程和状态也在发生变化。10月30日—1月15日期间,桃花芽处于内休眠阶段和深休眠状态;当满足一定的低温后,1月30日内休眠开始解除,2月15日内休眠完全解除,并处于浅休眠状态。试验中发现:尽管1月30日的温度上升到13.75 ℃,但低温积累量累计为860 CH,此时萌芽率达到38.67%,说明前期经过一定的低温积累,到达一定时候,就能诱导内休眠解除;到2月15日低温积累量累计达1 086 CH,萌芽率达到95.02%,内休眠完全解除。YAMANE等[27, 29]研究结果表明:2个不同桃品种内休眠状态不同,品种‘Shimizu Hakuto’花芽经过1 053 CH低温积累,萌芽率为16.7%,低温积累达1 831 CH时萌芽率达85%,而品种‘Tsukuba Ichigo’花芽在12月(414 CH)萌芽率达到33.3%,1月为 73.3%,2月 100%,都比‘Shimizu Hakuto’高,且花芽和叶芽的休眠状态也不同。刘国琴[26]研究也发现:同一品种梨的花芽和叶芽在不同的生态条件下休眠状态也是有差异的。此外,试验期间空气相对湿度变化也较大,可能也会对‘中华寿桃’越冬休眠产生一定的影响。
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低温可使植物可溶性糖、可溶性蛋白和游离脯氨酸等物质大量积累,可以调节细胞质的渗透势,有效地阻止水分的外渗,提高其抗寒性[34]。本研究发现:随着环境温度的降低,越冬内休眠期间‘中华寿桃’花芽可溶性蛋白含量先降低后增加,总氨基酸含量呈现先增加后降低的变化,内休眠解除过程中可溶性蛋白含量逐渐降低,总氨基酸和脯氨酸含量呈逐渐上升的变化趋势,这与杨艳等[33]对珙桐种子休眠解除和萌发过程中可溶性蛋白和氨基酸含量的变化相一致;但‘七月酥’休眠期间梨芽蛋白质含量急剧增加,游离氨基酸的含量迅速降低,休眠期间可溶性蛋白和氨基酸含量的变化正好相反[19]。越冬休眠期间桃花芽可溶性糖含量呈不同程度的增加;但‘翠冠’梨越冬休眠前期可溶性糖含量逐渐下降,内休眠及其解除过程中可溶性糖含量呈上升趋势[35];‘七月酥’可溶性糖含量则在自然休眠期逐渐增加,休眠解除后糖含量下降[19]。可溶性糖含量的变化可能与淀粉有关[19, 35]。可见,随着环境温度的降低,越冬内休眠期间‘中华寿桃’花芽可溶性蛋白含量、总氨基酸含量、可溶性糖和脯氨酸含量不同程度的动态变化,可能共同参与作为渗透调节物质,增加细胞液浓度,降低渗透势从而细胞进行保护,增加其抗寒性,但同时也对花芽的内休眠维持和解除产生影响。
综上所述:‘中华寿桃’在越冬过程中,感受低温和冷适应引起抗氧化代谢物质、可溶性糖、可溶性蛋白质、总氨基酸及脯氨酸等细胞内含物的变化,一方面可能是对冷适应过程的自我保护反应,在一定程度上增加其抗寒性;另一方面,越冬期间‘中华寿桃’同时伴随着休眠进行,达到某一低温积累量,就能诱导内休眠解除。可见,越冬冷适应过程与其休眠维持与解除存在一定的关系,这期间发生的代谢变化对休眠维持和解除产生一定的作用。此外,本研究发现:低温积累量累计为860 CH,‘中华寿桃’萌芽率达到38.67%,而当低温积累量累计达1 086 CH,萌芽率达到95.02%,内休眠完全解除。落叶果树只有满足了一定的需冷量,才能保证顺利通过自然休眠,进行正常的一系列的生长发育,否则萌芽、开花、花芽分化和果实的发育及产量都会受到不良的影响[2, 5, 36]。CAMPOY等[36]把这一现象称之为“休眠的残留效应(residual effect of dormancy)”。在贵州引种栽培‘中华寿桃’,出现萌芽不整齐、容易落花落果和坐果率低等现象,是否是因为休眠所需的低温量不够而引起,还需今后进一步研究。
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表 1 玫瑰花青素对小鼠负重游泳时间的影响
Table 1 Effects of rose anthocyanin on the swimming time with load in mice
组别
groups负重游泳时间/min
weight-bearing swimming time负重游泳时间延长率/%
prolongation rate of weight-bearing swimming对照组
control group8.97±3.33 Cd — 低剂量组
low dose group35.27±3.84 Bc 293.20 中剂量组
middle dose group44.48±3.44 Ab 395.88 高剂量组
high dose group49.23±3.38 Aa 448.83 注:同列不同大写字母表示差异极显著(P<0.01),不同小写字母表示差异显著(P<0.05);下同。
Note: In the same column, different capital letters indicate extremely significant difference at 0.01 level, different lowercase letters indicate significant difference at 0.05 level; the same as below.表 2 玫瑰花青素对小鼠血液中BLA和BUN含量及LDH活性的影响
Table 2 Effects of rose anthocyanin on the contents of BLA and BUN, and the activity of LDH in blood of mice
组别
groupsBLA含量/(mmol·L−1)
BLA contentBUN含量/(mmol·L−1)
BUN contentLDH活性/(U·L−1)
LDH activity对照组 control group 14.55±0.94 Aa 14.87±1.92 Aa 3678.42±187.11 Dd 低剂量组 low dose group 12.04±1.00 Bb 13.11±1.62 ABb 4165.62±241.55 Cc 中剂量组 middle dose group 10.46±0.96 Cc 11.70±2.09 BCb 5235.79±349.10 Bb 高剂量组 high dose group 8.52±0.73 Dd 9.82±0.61 Cc 6211.58±279.87 Aa 表 3 玫瑰花青素对小鼠血液和肝脏中部分生化指标的影响
Table 3 Effects of rose anthocyanin on some biochemistry indexes in serum and liver of mice
组别
groups丙二醛含量/(nmol·mL−1)
MDA contentT-AOC/(U·mL−1) GSH-Px活性/(U·mL−1)
GSH-Px activityT-SOD活性/(U·mL−1)
T-SOD activity血清 serum 对照组 control group 23.38±3.51 Aa 6.85±1.25 Bc 239.84±7.31 Bc 107.32±5.21 Cc 低剂量组 low dose group 21.12±2.08 ABa 7.67±2.15 ABb 286.28±8.21 Bb 168.92±6.65 Bb 中剂量组 middle dose group 19.80±1.58 Bb 7.92±4.37 ABab 551.06±7.49 Aa 193 21±5.53 Aa 高剂量组 high dose group 19.72±1.31 Bb 8.10±3.16 Aa 595.72±6.77 Aa 199.52±4.13 Aa 肝脏 liver 对照组 control group 2.54±0.26 Aa 1.47±3.08 Bd 18.72±0.61 Bc 195.12±1.73 Dd 低剂量组 low dose group 1.66±0.20 Bb 1.63±3.01 Bc 39.49±1.03 ABb 232.08±1.63 Cc 中剂量组 middle dose group 1.33±0.16 Bb 1.82±1.17 Bb 40.76±1.85 ABb 305.98±2.71 Bb 高剂量组 high dose group 0.67±0.11 Cc 2.21±4.44 Aa 59.28±1.34 Aa 326.99±4.49 Aa -
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